ОСОБЛИВОСТІ ОКИСНОГО МЕТАБОЛІЗМУ ТА ГЕНЕТИЧНІ ПОРУШЕННЯ У ЛІМФОЦИТАХ ПЕРИФЕРІЙНОЇ КРОВІ ПЕРВИННИХ ХВОРИХ НА РАК ШИЙКИ МАТКИ
DOI:
https://doi.org/10.32471/exp-oncology.2312-8852.vol-44-no-3.18486Ключові слова:
рак шийки матки, окиснювальний метаболізм, двониткові розриви ДНК, хромосомні аберації, апоптоз, лімфоцити периферичної крові.Анотація
Стан питання: Рак шийки матки (РШМ), одне з найпоширеніших онкологічних захворювань у жінок, є глобальним викликом для системи охорони здоров’я як в Україні, так і у світі. Основним методом лікування пацієнток з місцево-поширеним РШМ є поєднана хіміо- та променева терапія, що може призвести до побічних ефектів у здорових клітинах та тканинах організму і, як наслідок, зниження ефективності лікування та якості життя хворих. Оцінка рівня пошкодження здорових радіочутливих клітин з оточення пухлини перед лікуванням є важливою для прогнозу та запобігання віддаленим наслідкам дії радіації. Мета: Дослідити окиснювальний метаболізм і генетичні порушення у лімфоцитах периферичної крові (ЛПК) первинних хворих на РШМ для оцінки можливості прогнозування променевих ускладнень на основі молекулярно-біологічних властивостей радіочутливих клітин крові. Матеріали та методи: Зразки периферичної крові 13 первинних хворих на РШМ T1–4N0–1M0–1 використовували для виділення лімфоцитів та плазми і проведення комплексного дослідження окисного метаболізму (визначення мітохондріального трансмембранного потенціалу, супероксид аніон-радикалу (О2•), продукції активних форм кисню в ЛПК, а також рівня SH-груп у плазмі та про-/антиоксидантного співвідношення у гемолізатах). Розвиток генетичної нестабільності оцінювали шляхом визначення двониткових пошкоджень ДНК, частоти і спектру хромосомних аберацій та апоптозу в ЛПК. Результати: У крові хворих на РШМ виявлено виражене підвищення інтенсивності генерації О2• (1,5 раза), зменшення вмісту SH-груп (1,6 раза) та зсув про-/антиоксидантного балансу (1,4 раза) у бік прооксидантного компонента порівняно зі здоровими особами. Виявлені зміни, що пов’язані з розвитком оксидативного стресу, супроводжувалися підвищенням рівня двониткових розривів ДНК (у 2,1 раза), апоптозу (у 3,5 раза) і частоти клітин з хромосомними абераціями (у 3,9 раза). Паралельно було виявлено значне зниження мітохондріального трансмембранного потенціалу (у 2 рази) та генерації рівня АФК у ЛПК (у 4 рази) хворих на РШМ. Висновок: Отримано попередні дані, які свідчать про порушення регуляції окиснювально-відновних процесів, зсув про-/антиоксидантного балансу в бік прооксидантної складової, що супроводжувалися розвитком генетичної нестабільності, зокрема підвищенням рівня пошкодження ДНК, аберацій хромосом та апоптотичної загибелі лімфоцитів крові у первинних хворих на РШМ.
Посилання
Wild CP, Weiderpass E, Stewart BW, eds. World Cancer Report: Cancer research for cancer prevention. Lyon, France: International Agency for Research on Cancer; 2020. 611 p. https://digitallibrary.in.one.un.org/TempPdfFiles/5932_1.pdf. Accessed September 27, 2022.
Fedorenko ZP, Sumkina OV, Horokh YEL, et al. CANCER IN UKRAINE, 2020-2021: Morbidity, mortality, indicators activities of the oncology service. Bulletin of the National Cancer Registry Ukraine 2022; 23: 129 p. (in Ukrainian).
Lushnikova PA, Sukhikh ES, Izhevsky PV, et al. Modern methods of radiation therapy for cervical cancer. Creative surgery and oncology 2021; 11: 58–67. (in Russian). https://doi.org/10.24060/2076-3093-2021-11-1-58-677
NCCN clinical practice guidelines in oncology: cervical cancer. National Comprehensive Cancer Network, version I.2018 — October 25, 2017. https://oncolife.com.ua/doc/nccn/Cervical_Cancer.pdf. Accessed September 27, 2022.
Sarabhail T, Schaarschmidt BM, Wetter A, et al. Comparison of 18F-FDG PET/MRI and MRI for pre-therapeutic tumor staging of patients with primary cancer of the uterine cervix. Eur J Nucl Med Mol 2018; 45: 67–76. https://doi.org/10.1186/s40644-020-00372-5
Martinelli F, Signorelli M, Bogani G, et al. Is aortic lymphadenectomy indicated in locally advanced cervical cancer after neoadjuvant chemotherapy followed by radical surgery? A retrospective study on 261 women. Eur J Surg Oncol 2016; 42: 1512–8. https://doi.org/10.1016/j.ejso.2016.06.004
Meirow D, Nugent D. The effects of radiotherapy and chemotherapy on female reproduction. Hum Reprod Update 2001; 7: 535–43. https://doi.org/10.1093/humupd/7.6.535
Ye S, Yang J, Cao D, et al. A systematic review of quality of life and sexual function of patients with cervical cancer after treatment. Int J Gynecol Cancer 2014; 24: 1146–57. https://doi.org/10.1097/IGC.0000000000000207
Mkrtchian LS, Ivanov SA, Kulieva GZK, et al. Quality of life of patients with cervical cancer after radiotherapy and chemoradiotherapy. Radiation Risk 2020; 29: 120–8 (in Russian). https://doi.org/10.21870/0131-3878-2020-29-1-120-128
Han X, Yang Q, Zhang J, et al. Correlation between changes in the number of peripheral blood lymphocytes and survival rate in patients with cervical cancer after radio-chemotherapy. Cancer Radiother 2021; 25: 72–6. https://doi.org/10.1016/j.canrad.2020.08.045
Gavrilescu MM, Hutanu I, Ioanid N, et al. Clinical value of hematological biomarkers in uterine cervical cancer. Chirurgia (Bucur) 2016; 111: 493–9. https://doi.org/10.21614/chirurgia.111.6.493
Jeong MH, Kim H, Kim TH, et al. Prognostic significance of pretreatment lymphocyte percentage and age at diagnosis in patients with locally advanced cervical cancer treated with definite radiotherapy. Obstet Gynecol Sci 2019; 62: 35–45. https://doi.org/10.5468/ogs.2019.62.1.35
Armon-Omer A, Neuman H, Sharabi-Nov A, et al. Mitochondrial activity is impaired in lymphocytes of MS patients in correlation with disease severity. Mult Scler Relat Disord 2020; 41: 102025. https://doi.org/10.1016/j.msard.2020.102025
Takabayashi A, Kanai M, Kawai Y, et al. Change in mitochondrial membrane potential in peripheral blood lymphocytes, especially in natural killer cells, is a possible marker for surgical stress on the immune system. World J Surg 2003; 27: 659–65. https://doi.org/10.1007/s00268-003-6926-7
Georgescu SR, Mitran CI, Mitran MI, et al. New insights in the pathogenesis of HPV infection and the associated carcinogenic processes: the role of chronic inflammation and oxidative stress. J Immunol Res 2018; 2018: 5315816. https://doi.org/10.1155/2018/5315816
Zahra K, Patel S, Dey T, et al. A study of oxidative stress in cervical cancer — an institutional study. Biochem Biophys Rep 2021; 25: 100881. https://doi.org/10.1016/j.bbrep.2020.100881
Everett S.A., Wardman P. Perthiols as antioxidants: radical-scavenging and pro-oxidative mechanisms. Methods Enzymol 1995; 251: 55–69. https://doi.org/10.1016/0076-6879(95)51110-5
Scott D. Chromosomal radiosensitivity, cancer predisposition and response to radiotherapy. Strahlenther Onkol 2000; 176: 229–34. https://doi.org/10.1007/s000660050005
Ivankova VS, Domina EA, Khrulenko TV, et al. Effects of brachytherapy on cytogenetic parameters and oxidative status in peripheral blood lymphocytes of gynecologic cancer patients. Exp Oncol 2021; 43: 242–6. https://doi.org/10.32471/exp-oncology.2312-8852.vol-43-no-3.16514
Product Information Histopaque®-1077 Hybri-Max™ (H8889). https://www.sigmaaldrich.com/ content/dam/ sigma-aldrich/docs/ Sigma/ Product_Information_Sheet/ 2/h8889pis.pdf. Accessed October 17, 2019.
Bokunyaeva NI, Zolotnitskaya RP. Handbook of Clinical Laboratory Research Methods. M: Medicine, 1975. 384 p. (in Russian).
Sivandzade F, Bhalerao A, Cucullo L. Analysis of the mitochondrial membrane potential using the cationic JC-1 de as a sensitive fluorescent probe. Bio Protoc 2019; 9: e3128. https://doi.org/10.21769/BioProtoc.3128. http://www.bio-protocol.org/e3128. Accessed September 27, 2022.
MitoPT® JC-1 Assay Manual. ImmunoChemistry Technologies, LLC. #F18-911-8-G, 8 p. https://cdn.shopify.com/s/files/1/0549/4210/5739/files/911-924-mitopt-jc-1-assay-product-manual.pdf. Accessed September 27, 2022.
Glavin OA, Domina EA, Mikhailenko VM, et al. Metformin as a modifier of the oxidative state of peripheral blood and the viability of human lymphocytes under the influence of ionizing radiation. Oncologiya 2020; 22: 84–91 (in Ukrainian). https://doi.org/10.32471/oncology.2663-7928.t-22-1-2020-g.8855
Liochev SI, Fridovich I. Lucigenin (bis-N-methylacridinium) as a mediator of superoxide anion production. Arch Biochem Biophys 1997; 337: 115–20. https://doi.org/10.1006/abbi.1997.9766
Druzhyna МО, Makovetska LI, Glavin OA, et al. The free-radical processes in peripheral blood of patients with benign breast disease. Oncologiya 2018; 78: 250–4. (in Ukrainian).
Yao K, Wu W, Wang KJ, et al. Electromagnetic noise inhibits radiofrequency radiation-induced DNA damage and reactive oxygen species increase in human lens epithelial cells. Mol Vis 2008; 14: 964–9.
Tarpey MM, Wink DA, Grisham MB. Methods for detection of reactive metabolites of oxygen and nitrogen: in vitro and in vivo considerations. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 2004; 286: R431–44. https://doi.org/10.1152/ajpregu.00361.2003
Serkiz YaI, Druzhina NA, Khriyenko AP, et al. Blood Chemiluminescence Under Radiation Exposure. K: Naukova Dumka, 1989. 176 p. (in Russian).
Olive PL, Banáth JP. The comet assay: a method to measure DNA damage in individual cells. Nat Protoc 2006; 1: 23–9. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.5
Mikhailenko VM, Muzalov II. Exogenous nitric oxide potentiate DNA damage and alter DNA repair in cells exposed to ionizing radiation. Exp Oncol 2013; 35: 318–24.
Collins AR. Investigating oxidative DNA damage and its repair using the comet assay. Mutat Res 2009; 681: 24–32. https://doi.org/10.1016/j.mrrev.2007.10.002
Cytogenetic Dosimetry: Applications in Preparedness for and Response to Radiation Emergencies. Vienna: IAEA, 2011. 232 p.
Riccardi C, Nicoletti I. Analysis of apoptosis by propidium iodide staining and flow cytometry. Nat Protoc 2006; 1: 1458–61. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.238
Hu ML. Measurement of protein thiol groups and glutathione in plasma. Methods Enzymol 1994; 233: 380–5. https://doi.org/10.1016/s0076-6879(94)33044-1
Miwa S, Kashyap S, Chini E, et al. Mitochondrial dysfunction in cell senescence and aging. J Clin Invest 2022; 132: e158447. https://doi.org/10.1172/JCI158447
Song B, Li T, Chen S, et al. Correlations between MTP and ROS levels of peripheral blood lymphocytes and readmission in patients with chronic heart failure. Heart Lung Circ 2016; 25: 296–302. https://doi.org/10.1016/j.hlc.2015.09.004
Armon-Omer A, Neuman H, Sharabi-Nov A, et al. Mitochondrial activity is impaired in lymphocytes of MS patients in correlation with disease severity. Mult Scler Relat Disord 2020; 41: 102025. https://doi.org/10.1016/j.msard.2020.102025. https://doi.org/10.1016/j.msard.2020.102025.
Anaya-Eugenio GD, Tan CY, Rakotondraibe LH, et al. Tumor suppressor p53 independent apoptosis in HT-29 cells by auransterol from Penicillium aurantiacobrunneum. Biomed Pharmacother 2020; 127: 110124. https://doi.org/10.1016/j.biopha.2020.110124
Zhu P, Luo W, Qian J, et al. GSH/ROS Dual-responsive supramolecular nanoparticles based on pillar[6]arene and betulinic acid prodrug for chemo-chemodynamic combination therapy. Molecules 2021; 26: 5900. https://doi.org/10.3390/molecules26195900
Wang Y, Yin S, Zhou Y, et al. Dual-function of baicalin in nsPEFs-treated hepatocytes and hepatocellular carcinoma cells for different death pathway and mitochondrial response. Int J Med Sci 2019; 16: 1271–82. https://doi.org/10.7150/ijms.34876
Perl A, Gergely PJr, Banki K, et al. Mitochondrial dysfunction in T cells of patients with systemic lupus erythematosus. Int Rev Immunol 2004; 23: 293–313. https://doi.org/10.1080/08830180490452576
Lee DS, Schrader A, Warchol M, et al. Cisplatin exposure acutely disrupts mitochondrial bioenergetics in the zebrafish lateral-line organ. Hear Res 2022; 4: 108513. https://doi.org/10.1016/j.heares.2022.108513
Banjerdpongchai R, Wudtiwai B, Sringarm K. Cytotoxic and apoptotic-inducing effects of purple rice extracts and chemotherapeutic drugs on human cancer cell lines. Asian Pac J Cancer Prev 2014; 14: 6541–8. https://doi.org/10.7314/apjcp.2013.14.11.6541
Goroshinskaya I; Popova N; Menshenina A, et al. Free radical processes in the blood of patients with cervical cancer receiving various postoperative treatment modalities. Int J Gynecol Cancer 2019; 29: A218. https://doi.org/10.1136/ijgc-2019-ESGO.362
Shah S, Kalal BS. Oxidative stress in cervical cancer and its response to chemoradiation. Turk J Obstet Gynecol 2019; 16: 124–8. https://doi.org/10.4274/tjod.galenos.2019.19577
Chernikova NV, Goroshinskaya IA, Frantsiyants EM, et al. Intensity of free-radical reactions in metastasizing cervical cancer. Meeting abstract, 2021 ASCO annual meeting. J Clin Oncol 2021; 39: e17508. https://doi.org/10.1200/JCO.2021.39.15_suppl.e17508
Monaghan P, Metcalfe NB, Torres R. Oxidative stress as a mediator of life history trade-offs: mechanisms, measurements and interpretation. Ecol Lett 2009; 12: 75-92. https://doi.org/10.1111/j.1461-0248.2008.01258.x
Ott M, Gogvadze V, Orrenius S, et al. Mitochondria, oxidative stress and cell death. Apoptosis 2007; 12: 913-22. https://doi.org/10.1007/s10495-007-0756-2
Domina E. Expediency on using radiomitigators in radiation therapy of cancer patients. Journal of science. Lyon. France 2020. 1: 7–11. http://www.joslyon.com/wp-content/uploads/2020/08/Lyon_10_1.pdf. Accessed September 27, 2022.
Chekhun VF, Domina EA. Can SARS-CoV-2 change individual radiation sensitivity of the patients recovered from COVID-19? (Experimental and theoretical background). Exp Oncol 2021; 43: 277–80. https://doi.org/10.32471/exp-oncology.2312-8852.vol-43-no-3.16554
Domina Е. Possible effects of the exposure to ionizing radiation on the patients recovered from COVID-19. ScienceRise: Biol Sci 2022; 1: 4-7. doi: http://doi.org/10.15587/2519-8025.2022.254881
##submission.downloads##
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Авторське право (c) 2023 Експериментальна онкологія
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.
